1.INTRODUÇÃO
A própolis é um material resinoso, produzido pelas abelhas a partir do exsudato de diversas partes das plantas e de várias fontes vegetais (BANKOVA et al., 2000). Além disso, as abelhas adicionam cera e secreções salivares, sobretudo a enzima glicosidase, que promovem a biotransformação dos constituintes (BANKOVA et al., 2014; PETER, 2015).
A própolis é utilizada pelas abelhas para embalsamar invasores mortos pelas abelhas e que elas não conseguem transportar para fora da colmeia como camundongos, besouros, vespas. A decomposição desses organismos acarretaria no crescimento de bactérias e outros microrganismos prejudiciais a colmeia (WOISKY, 1996).
O uso da própolis na medicina popular data de tempos remotos. Na antiga URSS, a própolis foi bastante utilizada na medicina humana e veterinária, com aplicações inclusive no tratamento da tuberculose (PEREIRA et al., 2015).
Recentemente um novo tipo de própolis de coloração vermelha foi encontrada na região de mangue do Estado de Alagoas e sua origem botânica foi identificada como Dalbergia ecastophyllum, uma espécie de leguminosa (CABRAL, et al., 2009; SILVA et al., 2007).
Estudos mostraram que extratos da própolis vermelha apresentam maior atividade antifúngica (SIQUEIRA et al., 2008), citotóxica (FRANCHI et al., 2012), antioxidante (CABRAL et al., 2009; FROZZA et al., 2013), anticancerígena (PINHEIRO et al., 2014), cicatrizante (ALMEIDA et al., 2013; SOUZA et al., 2013) e antimicrobiana (BISPO JUNIOR et al., 2012) quando comparados aos de outros tipos de própolis (SIQUEIRA et al., 2008; OLIVEIRA; SILVA, 2015). Dessas propriedades, a ação antimicrobiana tem merecido atenção especial (SILVA, 2007) e depende do solvente utilizado para preparar o extrato, sendo geralmente utilizados os extratos etanólicos (TOSI B; DONINI, A.; ROMAGNOLI, C.; BRUNI, A., 1996; PEREIRA et al., 2015).
A atividade antibacteriana da própolis é atribuída diretamente a presença de compostos fenólicos e flavonoides, onde a maior concentração desses compostos determina uma maior atividade antibacteriana (CASTRO, et al., 2007).
Ensaio microbiológico realizado com extratos de própolis vermelha demonstrou atividade pronunciada contra grande parte dos microrganismos testados, relatando-se boa atividade contra Staphylococcus Coagulase negativo, Proteus vulgaris, Proteus mirabilis, Shigella flexneri e resistência por parte das espécies gram-negativas Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae e Pseudomonas aeruginosa, onde o extrato acetanólico apresentou atividade antibiótica mais eficiente (JUNIOR et al., 2012).
A própolis exerce maior atividade antibacteriana contra as bactérias Gram positivas, devido aos flavonoides, ácidos e ésteres aromático presentes na resina. Bactérias Gram negativas possuem uma parede celular quimicamente mais complexa e um teor lipídico maior, o que pode explicar essa maior resistência (MARCUCCI et al., 2001; BANKOVA et al. 1999; VARGAS et al., 2004).
O uso indiscriminado e prolongado de antimicrobianos químicos sintéticos têm levado à seleção de microrganismos patogênicos mutantes resistentes a esses compostos. Neste contexto, o uso de antimicrobianos de origem natural pode se constituir como uma alternativa eficaz e econômica (CRISAN et al., 1995; VARGAS et al., 2004).
A atividade biológica da própolis obviamente está diretamente relacionada com sua composição química heterogênea, sendo que sua ação terapêutica com outros medicamentos é de potencialização (PEREIRA; SEIXAS; DE AQUINO NETO, 2002; RAMOS, 1995) .
No decorrer de vários anos de pesquisa muitos pesquisadores tem relatado a atividade sinérgica do extrato de própolis associada a diversos antibióticos, inclusive contra cepas resistentes a benzilpenicilina, tetraciclina e eritromicina (SHUB, et al., 1981). O efeito da biomicina, neomicina, polimixina, penicilina e estreptomicina contra S. aureus e E. coli foi aumentado pela adição de própolis ao meio nutriente (PEREIRA et al., 2015), constatando a ação sinérgica proeminente da própolis, podendo se tornar uma alternativa terapêutica para a resistência microbiana, porém dependente de sua composição (STEPANOVIC et al., 2003; FERNANDES JR. et al., 2005; ONLEN et al., 2007; LUSTOSA et al., 2008).
Considerando que a própolis é muito utilizada na medicina popular é importante analisar e comprovar a eficácia desse produto mediante bactérias patogênicas de simples contágio, como Salmonella spp., Escherichia coli e Staphylococcus aureus. Sendo assim, este trabalho visa a demonstração experimental dos efeitos antimicrobianos da própolis em sua forma de microcápsulas obtidas pelas técnicas de Spray-drying e liofilização.











































2. OBJETIVOS
2.1.Objetivo Geral
Avaliar a atividade antimicrobiana de micropartículas de própolis vermelha Alagoana obtidas por diferentes técnicas de secagem.
2.2. Objetivos específicos
- Obtenção do extrato hidroalcóolico da própolis vermelha Alagoana.
- Desenvolvimento dos microencapsulados da própolis vermelha Alagoana pela técnica de secagem por Spray-drying.
- Desenvolvimento dos microencapsulados da própolis vermelha Alagoana pela técnica de secagem por Liofilização.
- Avaliação de fenóis e flavonoides totais no extrato e nos microencapsulados da própolis vermelha Alagoana.
- Avaliação da atividade antimicrobiana dos microencapsulados da própolis vermelha alagoana.
























3.0. REVISÃO DE LITERATURA


3.1.Própolis
De origem grega, a palavra própolis é resultante da combinação entre os termos pró-defesa e polis-cidade (no caso a colmeia), isto é, em defesa da cidade ou da colmeia (MARCUCCI, 1996; SIMÕES; DE ARAÚJO; DE ARAÚJO, 2008). As abelhas de diferentes espécies coletam a própolis de diversas partes das plantas como brotos, botões florais e exsudatos resinosos, e adicionam secreções salivares, principalmente, a enzima glicosidase, responsável pela hidrólise dos flavonóides glicosilados em agliconas (BURDOCK, 1998; SIMÕES; DE ARAÚJO; DE ARAÚJO, 2008). A própolis é utilizada pela abelha para fechar pequenas frestas, embalsamar insetos mortos no interior da colmeia e proteger contra a invasão de insetos e microrganismos (GHISALBERTI, 1979; ENDLER; OLIVEIRA; AMORIM, 2003).
Dentre os muitos produtos naturais utilizados pela humanidade por tempos remotos encontra-se a própolis, administrada sob diversas formas. Seu uso já era descrito pelos assírios, gregos, romanos, incas e egípcios. No antigo Egito (1700 A.C.; “cera negra”) era conhecida por suas propriedades anti-prutefativas, sendo empregada para embalsamar os mortos (CASTALDO; CAPASSO, 2002; PEREIRA; SEIXAS; AQUINO NETO, 2002 ; PEREIRA et al., 2015). Os gregos, entre os quais Hipócrates, adotaram-na como cicatrizante interno e externo. Plínio, historiador romano, refere-se à própolis como medicamento capaz de reduzir inchaços e aliviar dores. Na ex-união soviética, durante a segunda Guerra mundial, uma pomada à base de própolis foi experimentada em duas clínicas cirúrgicas no tratamento de feridas (FUNARI,2005; IOIRICH, 1981).
Hoje a própolis é utilizada como um remédio popular sendo encontrada na forma de cápsulas, extrato (hidroalcoólico ou glicólico), enxaguatório bucal, na forma de pó, entre outras (CASTALDO; CAPASSO, 2002). Além disso, é empregada em cosméticos e na indústria alimentícia na forma de alimentos funcionais (ALENCAR et al., 2005; SFORCIN et al., 2000; LUSTOSA et al., 2008).
A coloração da própolis depende de sua procedência, variando do amarelo escuro ao marrom. Um tipo peculiar de própolis foi denominada de própolis vermelha (MARCUCCI, 1996; MOURAO, 2013; SILVA et., 2007).


3.2 Própolis vermelha
3.2.1 Origem botânica
A própolis vermelha é reportada como sendo típica de Cuba e da Venezuela, onde as origens botânicas foram identificadas como Clusia nemorosa (Clusiaceae) e Clusia scrobiculata, respectivamente (TRUSHEVA et al., 2006). Entretanto, um estudo mais recente sugeriu que a própolis vermelha cubana apresenta origem botânica proveniente da Dalbergia ecastophyllum (OLIVEIRA; SILVA, 2015; PICCINELLI et al., 2011).
A própolis brasileira pode ser classificada em 13 tipos e a variante vermelha, pertencente ao 13° grupo de própolis, tem sido objeto de estudos farmacológicos na última década. Esse tipo de própolis pode ser encontrado no Nordeste do Brasil, nos Estados de Alagoas, Paraíba, Pernambuco, Sergipe e Bahia (BATISTA et al., 2012; SILVA et al., 2007; SIQUEIRA et al., 2008; LIO et al., 2010; PICCINELLI et al., 2011; FRANCHI et al., 2012; OLIVEIRA; SILVA, 2015).
Recentemente foi constatado que as abelhas coletavam principalmente o exsudato resinoso vermelho da Dalbergia ecastophyllum (L) Taub para a formação da própolis vermelha brasileira. Outro estudo avaliou secreções de 20 espécies de plantas que poderiam ser a origem botânica da própolis vermelha alagoana e foi concluído que a D. ecastophyllum (L.) Taub é a principal fonte desse produto natural, pois a resina da própolis e da planta em questão apresentaram altas porcentagens das mesmas isoflavonas (DAUGSCH et al., 2007; OLIVEIRA; SILVA, 2015; SILVA et al., 2007).
O melhor indicador de origem botânica da própolis é a análise de sua composição química com a provável fonte vegetal. A determinação da origem geográfica e principalmente, a origem vegetal, faz-se necessária no controle de qualidade e até mesmo na padronização das amostras de própolis para uma aplicação terapêutica eficaz (PARK et al., 2002).  


3.2.2 Atividade biológica e composição química
As propriedades da própolis estão diretamente relacionadas à sua composição química, que pode variar em função da vegetação da região, além de fatores genéticos e sazonais (PEREIRA; SEIXAS; DE AQUINO NETO, 2002; RAMOS, 1995). Sua composição química agrega, basicamente resinas e bálsamos aromáticos (50%), ceras (25% a 35%), óleos essenciais (10%), grãos de pólen (5%), além de compostos fenólicos (flavonoides e ácidos fenólicos), minerais e vitaminas (FERREIRA; VALENTE; BARBOSA, 1996; SIMÕES; DE ARAÚJO; DE ARAÚJO, 2008).Sua vasta complexidade química a torna uma das misturas mais heterogêneas encontradas em fontes naturais, e hoje mais de 300 constituintes já foram identificados e/ou caracterizados em diferentes amostras de própolis (BURDOCK, 1998; MOURAO, 2013).
Estudos direcionados à atividade biológica têm constatado que os resultados obtidos pela utilização da própolis vermelha são superiores aos encontrados para outras amostras. Por exemplo, pesquisas mostraram que extratos da própolis vermelha apresentam maior atividade antifúngica (SIQUEIRA et al., 2008), citotóxica (FRANCHI et al., 2012), antioxidante (CABRAL et al., 2009; FROZZA et al., 2013), anticancerígena (PINHEIRO et al., 2014), cicatrizante (ALMEIDA et al., 2013; SOUZA et al., 2013) e antimicrobiana (BISPO JUNIOR et al., 2012) quando comparados aos de outros tipos de própolis (SIQUEIRA et al., 2008; OLIVEIRA; SILVA, 2015). Estes efeitos são comumente associados a grandes quantidades de flavonoides como a rutina, liquiritigenina, daidzeína, quercetina, dalbergina, pinocembrina, biochanina A, formononetina e isoliquiritigenina. Encontra- se ainda em sua composição alguns ácidos fenólicos e seus ésteres, aldeídos fenólicos, álcoois e acetonas bem como, elementos inorgânicos, por exemplo, cobre, manganês, ferro, cálcio, alumínio, vanádio e silício (DAUGSCH et al., 2007; SILVA et al., 2007; AWALE et al., 2008; BANKOVA et al, 1983; OLIVEIRA; SILVA, 2015).
Os compostos neovestitol, vestitol e isoliquiritigenina estão presentes em amostras de própolis vermelha alagoana. Entre estes, o vestitol apresentou maior atividade antioxidante e a isoliquiritigenina foi a mais ativa quanto à ação antimicrobiana (OLDONI et al., 2011; OLIVEIRA; SILVA, 2015).
As proantocianidinas, ou taninos condensados, que não são constituintes comuns em amostras de própolis, estão presentes em altas quantidades na própolis vermelha e parecem ter um alto grau de correlação com a concentração de fenóis (MAYWORM et al., 2014; OLIVEIRA; SILVA, 2015). A figura 1 representa algumas das principais substâncias identificadas nos mais recentes trabalhos de caracterização desse novo tipo de própolis (LUSTOSA et al., 2008).




Algumas dessas moléculas apresentadas na Figura 1 são encontradas apenas na própolis vermelha do nordeste do Brasil discernindo-a dos outros tipos já largamente citadas na literatura (LUSTOSA et al., 2008).

3.2.3.Atividade antimicrobiana
A atividade antibacteriana da própolis têm sido uma das propriedades mais amplamente investigadas (LUSTOSA et al., 2008; KUJUMGIEV, et al., 1999). Está relacionada principalmente com a flavonona pinocembrina, o flavonol galangina e o éster feniletil do ácido caféico, com uma provável inibição da enzima RNA polimerase bacteriana (UZEL, et al.,2005). Possui propriedade bacteriostática e bactericida, pois o efeito antimicrobiano da própolis é diretamente proporcional a sua concentração (BANKOVA et al, 1983).
Ao avaliar a atividade antibacteriana da própolis vermelha, percebe-se que o extrato obtido das regiões brasileiras apresenta melhor ação biológica comparando-se com extratos norte-americanos (BASTOS et al., 2008; JUNIOR et al., 2012).
O extrato etanólico da própolis vermelha, assim como suas frações hexânicas, clorofórmicas e acetanólicas tem atividade antimicrobiana comprovada frente a cepas gram-positivas, gram-negativas e fúngicas. A fração acetanólica parece ser a mais eficaz, devido a sua ação de 100% de atividade antimicrobiana em cepas testadas (JUNIOR et al., 2012). Os isoflavonóides vestitol e principalmente o neovestitol, substâncias isoladas da própolis vermelha, também demostraram atividade antimicrobiana contra Streptococcus mutans, Streptococcus sobrinus, Staphylococcus aureus e Actinomyces naeslundii. Por outro lado, bactérias gram-negativas como Klebsiella pneumoniae e Escherichia coli têm demonstrado uma maior resistência a esse produto natural (JUNIOR et al., 2012; BUENO-SILVA et al., 2013; OLIVEIRA; SILVA, 2015; RIGHI et al., 2011; MONZOTE et al., 2012).
A própolis exerce maior atividade antibacteriana contra as bactérias Gram positivas, devido aos flavonoides, ácidos e ésteres aromático presentes na resina, os quais atuariam sobre a estrutura da parede celular desses microrganismos por meio de um mecanismo de ação ainda não elucidado. Até o momento, não se sabe o porquê desta menor atividade dos extratos de própolis contra bactérias Gram negativas. Estes agentes possuem uma parede celular quimicamente mais complexa e um teor lipídico maior, o que pode explicar essa maior resistência (MARCUCCI et al., 2001; BANKOVA et al. 1999; VARGAS et al., 2004).
A busca crescente de novas alternativas para o controle e tratamento de novas infecções é justificada por uma série de problemas relacionados à multirresistência (seleção de microrganismos patogênicos mutantes resistentes aos antimicrobianos químicos sintéticos) que resulta do uso indiscriminado e abusivo de antimicrobianos. Neste sentido, o uso de antimicrobianos de origem natural pode se constituir como uma alternativa eficaz e econômica (CRISAN et al., 1995; SILVA et al., 2007; PEREIRA et al., 2015). A multiresistência é um problema crescente e a perspectiva da aplicação de drogas antimicrobianas no futuro é incerta. Assim, é necessário continuar o estudo de desenvolvimento de novas drogas, tanto sintéticas como naturais (NASCIMENTO et al., 2000;VARGAS et al., 2004).


3.4. Microencapsulação
3.4.1 Conceitos gerais
A microencapsulação é uma técnica que surgiu há muitas décadas, mas ainda vem sendo empregada em diversas áreas industriais, sobretudo nos setores farmacêutico e alimentício. Esta tecnologia possibilita o desenvolvimento de formulações, em que sua liberação pode ser modificada a fim de atuar num determinado local, em determinado período de tempo e a uma velocidade específica, obtendo-se micropartículas com diâmetro que variam de 1 a 1000 μm (BRASILEIRO, 2011; OBEIDAT, 2009; SUAVE, 2006). É um processo em que partículas ou pequenas gotículas de material líquido ou gasoso são revestidas por um filme polimérico (BANSODE, 2010). O material externo é chamado de agente encapsulante, enquanto o ingrediente interno é o material ativo (AZEREDO, 2005).
Em geral, a microencapsulação é aplicada para transformar um líquido em sólido, separar materiais reativos, reduzir a toxicidade do material ativo, controlar a liberação do material, diminuir a volatilidade de líquidos, mascarar o gosto de componentes amargos, aumentar o tempo de conservação (FÁVAROTRINDADE et al., 2008; MIRZAEI et al., 2012; QUEIROZ et al., 2013).
A principal vantagem dos métodos de microencapsulação é a formação de uma barreira entre o composto ativo e o ambiente externo, o que permite proteger o composto ativo contra a luz, água e calor (COSTA, 2013; FUCHS et al 2006). As grandes limitações são o elevado custo e a escolha do método a aplicar no encapsulamento das substâncias, devido à ausência de um processo aplicável a todas as substâncias (BRASILEIRO, 2011; VENKATESAN, 2009).


3.4.2 Agente encapsulante
A composição dos materiais encapsulantes depende do tipo de aplicação a que se destinam e pode ser de origem natural, semissintética ou sintética (ANSON 2005; COSTA, 2013), incluindo materiais poliméricos hidrófilos ou hidrófobos ou associação de ambos (JAIN 2004). Na tabela 1 são apresentados alguns exemplos de agentes encapsulantes classificados de acordo com a sua origem (BRASILEIRO, 2011).
Tabela 1- Exemplos de agentes encapsulantes usados na microencapsulação de acordo com sua origem (adaptado de Anson, 2005).

Tipos de agentes
encapsulantes

Exemplos

Naturais



Semissintéticos






Sintéticos

Gelatina, goma agar-agar, alginato de sódio, alginato de cálcio, dextrano, quitosano, caseinato, sacarose e cera

Acetato de celulose, nitrato de celulose, etilcelulose, hidroxipropilcelulose, metilcelulose, carboximetilcelulose de sódio, álcool miristílico, gliceril mono ou dipalmitato, mono, di e triestearato de glicerol.

Polímeros de ácido acrílico






3.4.3 Métodos gerais de microencapsulação
O método ideal de microencapsulação deve ser simples, reprodutível, rápido, fácil de se transpor à escala industrial e deve ser pouco dependente das características de solubilidade do fármaco e polímero (GIUNCHEDI, CONTE,1995; SILVA et al., 2003).
Cada processo de microencapsulação depende de vários aspectos, entretanto, o princípio básico é comum a todos. De uma forma geral, a deposição do agente encapsulante sobre o agente a encapsular ocorre seguindo uma série de etapas. Primeiramente, o agente encapsulante é dissolvido, e pode estar presente na forma líquida. O agente a encapsular encontra-se na forma de partículas pequenas (se for de natureza sólida), em gotas (se for de natureza líquida), inclusive na forma de gás. O material a encapsular é colocado num meio apropriado, em seguida sobre este deposita-se o agente encapsulante. Finalmente, o agente encapsulante sofre solidificação, formando-se assim as micropartículas (BRASILEIRO, 2011; VENKATESAN et al., 2009).
Muitas técnicas podem ser utilizadas para microencapsulação, sendo que a seleção do método depende da aplicação que será dada à microcápsula, do tamanho desejado, do mecanismo de liberação e das propriedades físico-químicas, tanto do material ativo, quanto do agente encapsulante (FAVARO-TRINDADE; PINHO, 2008; JACKSON e LEE, 1991).
Os métodos para obtenção das microcápsulas podem ser divididos em três grupos básicos (TIWARE et al.; 2010), tal como apresentado na Tabela 2.














Tabela 2 - Métodos utilizados na elaboração das microcápsulas (adaptado de Suave et al., 2006)
Físico-químicos
Químicos
Físicos

Coacervação simples ou complexa
Separação de fases
Envolvimento lipossómico

Polimerização interfacial
-Inclusão molecular

Spray drying”
Spray coating”
Spray chilling
Leito fluidizado
Extrusão
Liofilização Centrifugação
Co-cristalização







3.4.4 Spray-drying
A secagem por nebulização, mais conhecida por spray-drying teve início na década de 30, para preparar os primeiros compostos contendo sabores encapsulados usando como agente encapsulante a goma acácia (BRASILEIRO, 2011; WILSON E SHAH, 2007).
Spray-drying é o processo de obtenção de partículas secas a partir da atomização de soluções ou suspensões em uma corrente de ar quente (OAKLEY, 1997). O equipamento é formado por um aquecedor ou fonte de ar quente, uma câmara de mistura da névoa com o ar quente e pelos ciclones (GUIMARÃES, 2010; ROSA, TSUKADA e FREITAS, 2003).
O passo prévio da microencapsulação por spray-drying é a elaboração da composição a ser atomizada, que consiste na preparação da matriz, também chamada de solução do polímero de revestimento, na qual o fármaco será encapsulado. O ativo é, então, adicionado, sob agitação, à solução do polímero de revestimento. A solução ou suspensão é então bombeada até o atomizador e entra em contato com gás pressurizado criando uma névoa (BRAGA, 2005; FILKOVÁ, MUJUNDAR, 1995; RÉ,1998).
Um ponto importante da formulação que interfere diretamente nas micropartículas é a proporção polímero: fármaco. Quanto maior a porcentagem de polímero na composição maior a porcentagem de fármaco microencapsulado. Além disso, quanto maior a porcentagem de polímero, menos o fármaco fica exposto à superfície da partícula, gerando micropartículas com superfície lisa (RÉ,1998; BRAGA, 2005).
Uma vez atomizada, a solução ou suspensão é aspergida na forma de névoas de gotículas (spray) até a câmara de secagem. Neste compartimento, deverá ocorrer simultaneamente o transporte de calor e massa e consequentemente a evaporação do solvente (secagem pelo ar quente) onde as gotas líquidas passam a partículas sólidas secas, que depois são recolhidas no ciclone ou em outro sistema de coleta do pó. Os ciclones realizam a separação entre as partículas secas e o ar de exaustão (BRAGA, 2005; FILKOVÁ, MUJUNDAR, 1995; OAKLEY, 1997).
Um dos pontos críticos na secagem por nebulização é a atomização, visto que o tamanho da gota formada está associado diretamente ao tamanho da partícula formada (OAKLEY, 1997). A atomização consiste na formação de inúmeras gotículas de um líquido, a fim de melhorar a transferência de calor e massa entre as partículas e o ar aquecido a partir do aumento da superfície de contato entre os dois componentes (KLAYPRADIT E HUANG 2008; CARMO; FERNANDES; BORGES, 2015).
É o método mais aplicado para obtenção de micropartículas, representando as variáveis do processo: as temperaturas do ar de entrada e de saída, o fluxo de ar ou do fluido de arraste, a distribuição da temperatura e da umidade, e o tempo de permanência e a geometria da câmara (KISSEL et al., 2006; BRASILEIRO, 2011).
É uma técnica simples, rápida, apresentando um baixo custo e fácil separação do produto seco formado (AFTABROUCHAD, DOELKER, 1992). A técnica pode ser empregada para produtos termossensíveis, pois o tempo de contato entre estes e a fonte de calor é muito pequeno, não causando danos consideráveis ao produto (CARMO; FERNANDES; BORGES, 2015; OLIVEIRA E PETROVICK 2010).
Um inconveniente encontrado no processo de secagem por spray-drying é o grande consumo de energia. Entretanto, um artifício interessante e simples para economizar energia durante o spray-drying é aumentar a concentração de sólidos dispersos na solução ou suspensão, desde que ela ainda possa ser bombeada (BRAGA, 2005; FILKOVÁ, MUJUNDAR, 1995).



Figura 1 Diagrama esquemático de funcionamento de um secador de atomizador (ROSA, TSUKADA e FREITAS, 2003).


3.4.5 LIOFILIZAÇÃO
A liofilização é um processo de secagem em que o produto congelado é submetido à desidratação por sublimação (RATTI, 2001). Várias vantagens podem ser apontadas, tais como: substâncias com estrutura química inalterada, manutenção dos compostos voláteis, alto rendimento, além de contribuir na preservação de constituintes termossensíveis, como materiais biológicos (fungos e enzimas), farmacêuticos (antibióticos e vacinas), alimentos e produtos químicos (BRANDÃO et al., 2015; MARQUES, 2008; RATTI, 2001).
O primeiro produto liofilizado foi o vírus da raiva, em 1911 (TERRONI et al., 2013). Também denominada como criodesidratação ou criosecagem, a liofilização é uma técnica diferenciada de desidratação de produtos, onde são estabelecidas condições ideais de pressão e temperatura, permitindo que a água previamente conge­lada (estado sólido) passe diretamente ao estado gasoso, sem passar pelo estado líquido, mudança de estado físico conhecida por sublimação (GARCIA, 2009; TERRONI et al., 2013). O processo de secagem por liofilização é constituído de três etapas: congelamento, secagem primária e secagem secundária (MURGATROYD et. al., 1997; TATTINI JR; PARRA; PITOMBO, 2006).
A etapa inicial da liofilização é o processo de congelamento, com a finalidade de transformar as soluções aquosas dos produtos em uma mistura de duas fases sendo uma constituída por cristais de gelo e a outra pela solução concentrada dos solutos. O desempenho da liofilização depende significativamente desta etapa. Em consequência do congelamento, pode ocorrer a formação de misturas eu­téticas (temperatura de fusão dos componentes da mistura se torna a mesma e não ocorre modificações na composição) ou precipitados amorfos. A formação de cristais de gelo grandes, resulta em uma boa estrutura porosa, que facilitará o fluxo de vapor para fora da matriz durante a liofilização (BARUFFALDI; OLIVEIRA, 1998; TERRONI et al., 2013) .
Na secagem primária ocorre a sublimação da água sob vácuo e com a adição de calor. O vácuo é iniciado e o gelo é sublimado por pressão reduzida. À medida que o gelo sublima, a amostra fica porosa. O vapor originado na interface atravessa o material seco na câmara de liofilização e é condensado abaixo da câmara de secagem, no condensador (ARAÚJO, 2009; ORDÓÑEZ, 2005; TERRONI et al., 2013).
A secagem secundária ou dessorção, ocorre quando todo gelo já foi eliminado do produto, mas o produto continua retendo água líquida (água fortemente ligada) e para obter um produto estável, a umidade deve ser reduzida a cerca de 2 a 8 %, pelo processo de evaporação ou dessorção. Para tanto, o produto parcialmente seco, deve per­manecer no liofilizador por cerca de 2 a 6 horas e ser aquecido sob temperatura 20 a 60 °C, submetido à vácuo. Ao final da secagem é preciso introduzir um gás inerte (geralmente o nitrogênio) dentro da câmara antes de retirar o produto. Tal procedimento possibilita o rompimento do vácuo, evitando a entrada de ar na câmara e consequentemente, que os produtos absorvam umidade (ORDÓÑEZ, 2005; TERRONI et al., 2013).
Os liofilizadores são constituídos basicamente pelos equipamentos: câmara de vácuo, fonte de calor, condensador e bomba de vácuo. A câmara de vácuo (onde é colocado o produto) tem por objetivo diminuir a pressão, impedindo a fusão do gelo. A fonte de calor tem a função de suprir calor latente de sublimação. O condensador é formado por serpentinas de refrigeração que transformam os vapores diretamente em gelo, realizando a chamada sublimação inversa. Considerando que a maior parte do consumo de energia ocorre na refrigera­ção dos condensadores, estes dispositivos proporcionam economia na liofilização. A bomba de vácuo tem a finalidade de remover os va­pores não condensáveis (GARCIA, 2009; TERRONI et al., 2013).
Apesar das várias vantagens desta técnica é importante salientar algumas limitações, como por exemplo, processo muito lento (até 48 horas), equipamento muito caro e custo energético muito caro (TERRONI et al., 2013).