1.INTRODUÇÃO
A
própolis é um material resinoso, produzido pelas abelhas a partir
do exsudato de diversas partes das plantas e de várias fontes
vegetais (BANKOVA et al., 2000). Além disso, as abelhas adicionam
cera e secreções salivares, sobretudo a enzima glicosidase, que
promovem a biotransformação dos constituintes (BANKOVA et al.,
2014; PETER,
2015).
A
própolis é utilizada pelas abelhas para embalsamar invasores mortos
pelas abelhas e que elas não conseguem transportar para fora da
colmeia como camundongos, besouros, vespas. A decomposição desses
organismos acarretaria no crescimento de bactérias e outros
microrganismos prejudiciais a colmeia (WOISKY, 1996).
O
uso da própolis na medicina popular data de tempos remotos. Na
antiga URSS, a própolis foi bastante utilizada na medicina humana e
veterinária, com aplicações inclusive no tratamento da tuberculose
(PEREIRA
et al., 2015).
Recentemente
um novo tipo de própolis de coloração vermelha foi encontrada na
região de mangue do Estado de Alagoas e sua origem botânica foi
identificada como Dalbergia
ecastophyllum,
uma espécie de leguminosa (CABRAL,
et al., 2009; SILVA
et al., 2007).
Estudos
mostraram
que extratos da própolis vermelha apresentam maior atividade
antifúngica (SIQUEIRA et
al.,
2008), citotóxica (FRANCHI et
al.,
2012), antioxidante (CABRAL et
al.,
2009; FROZZA et
al.,
2013), anticancerígena (PINHEIRO et
al.,
2014), cicatrizante (ALMEIDA et
al.,
2013; SOUZA et
al.,
2013) e antimicrobiana (BISPO JUNIOR et
al.,
2012) quando comparados aos de outros tipos de própolis (SIQUEIRA et
al.,
2008; OLIVEIRA; SILVA, 2015). Dessas propriedades, a ação
antimicrobiana tem merecido atenção especial (SILVA,
2007)
e
depende do solvente utilizado para preparar o extrato, sendo
geralmente utilizados os extratos etanólicos (TOSI
B; DONINI, A.; ROMAGNOLI, C.; BRUNI, A.,
1996;
PEREIRA et al., 2015).
A
atividade antibacteriana da própolis é atribuída diretamente a
presença de compostos fenólicos e flavonoides, onde a maior
concentração desses compostos determina uma maior atividade
antibacteriana (CASTRO,
et al., 2007).
Ensaio
microbiológico realizado com extratos de própolis vermelha
demonstrou atividade pronunciada contra grande parte dos
microrganismos testados, relatando-se boa atividade contra
Staphylococcus
Coagulase
negativo,
Proteus vulgaris, Proteus mirabilis, Shigella flexneri e
resistência por parte das espécies gram-negativas Escherichia
coli, Klebsiella pneumoniae e Pseudomonas aeruginosa,
onde o extrato acetanólico apresentou atividade antibiótica mais
eficiente (JUNIOR et al., 2012).
A
própolis exerce maior atividade antibacteriana contra as bactérias
Gram positivas, devido aos flavonoides, ácidos e ésteres aromático
presentes na resina. Bactérias
Gram negativas
possuem uma parede celular quimicamente mais complexa e um teor
lipídico maior, o que pode explicar essa maior resistência
(MARCUCCI et al., 2001; BANKOVA
et al. 1999;
VARGAS et al., 2004).
O
uso indiscriminado e prolongado de antimicrobianos químicos
sintéticos têm levado à seleção de microrganismos patogênicos
mutantes resistentes a esses compostos. Neste contexto, o uso de
antimicrobianos de origem natural pode se constituir como uma
alternativa eficaz e econômica (CRISAN et al., 1995; VARGAS et al.,
2004).
A
atividade biológica da própolis obviamente está diretamente
relacionada com sua composição química heterogênea, sendo que sua
ação terapêutica com outros medicamentos é de potencialização
(PEREIRA; SEIXAS; DE AQUINO NETO, 2002; RAMOS, 1995)
.
No
decorrer de vários anos de pesquisa muitos pesquisadores tem
relatado a atividade sinérgica do extrato de própolis associada a
diversos antibióticos, inclusive contra cepas resistentes a
benzilpenicilina, tetraciclina e eritromicina (SHUB, et al., 1981). O
efeito da biomicina, neomicina, polimixina, penicilina e
estreptomicina contra S.
aureus
e E.
coli
foi aumentado pela adição de própolis ao meio nutriente (PEREIRA
et al., 2015), constatando a ação sinérgica proeminente da
própolis, podendo se tornar uma alternativa terapêutica para a
resistência microbiana, porém dependente de sua composição
(STEPANOVIC et al., 2003; FERNANDES JR. et al., 2005; ONLEN et al.,
2007; LUSTOSA et al., 2008).
Considerando
que a própolis é muito utilizada na medicina popular é importante
analisar e comprovar a eficácia desse produto mediante bactérias
patogênicas de simples contágio, como Salmonella
spp.,
Escherichia
coli e
Staphylococcus
aureus.
Sendo assim, este trabalho visa a demonstração experimental dos
efeitos antimicrobianos da própolis em sua forma de microcápsulas
obtidas pelas técnicas de Spray-drying
e liofilização.
2.
OBJETIVOS
2.1.Objetivo
Geral
Avaliar
a atividade antimicrobiana de micropartículas de própolis vermelha
Alagoana obtidas por diferentes técnicas de secagem.
2.2.
Objetivos específicos
-
Obtenção do extrato hidroalcóolico da própolis vermelha Alagoana.
-
Desenvolvimento dos microencapsulados da própolis vermelha Alagoana
pela técnica de secagem por Spray-drying.
-
Desenvolvimento dos microencapsulados da própolis vermelha Alagoana
pela técnica de secagem por Liofilização.
-
Avaliação de fenóis e flavonoides totais no extrato e nos
microencapsulados da própolis vermelha Alagoana.
-
Avaliação da atividade antimicrobiana dos microencapsulados da
própolis vermelha alagoana.
3.0.
REVISÃO DE LITERATURA
3.1.Própolis
De
origem grega, a palavra própolis é resultante da combinação entre
os termos pró-defesa
e polis-cidade
(no caso a colmeia), isto é, em defesa da cidade ou da colmeia
(MARCUCCI, 1996; SIMÕES; DE ARAÚJO; DE ARAÚJO, 2008). As abelhas
de diferentes espécies coletam a própolis de diversas partes das
plantas como brotos,
botões florais e exsudatos resinosos,
e adicionam secreções salivares, principalmente, a enzima
glicosidase, responsável pela hidrólise dos flavonóides
glicosilados em agliconas (BURDOCK, 1998; SIMÕES; DE ARAÚJO; DE
ARAÚJO, 2008). A própolis é utilizada pela abelha para fechar
pequenas frestas, embalsamar insetos mortos no interior da colmeia e
proteger contra a invasão de insetos e microrganismos (GHISALBERTI,
1979; ENDLER; OLIVEIRA; AMORIM, 2003).
Dentre
os muitos produtos naturais utilizados pela humanidade por tempos
remotos encontra-se a própolis, administrada sob diversas formas.
Seu uso já era descrito pelos assírios, gregos, romanos, incas e
egípcios. No antigo Egito (1700 A.C.; “cera negra”) era
conhecida por suas propriedades anti-prutefativas, sendo empregada
para embalsamar os mortos (CASTALDO; CAPASSO, 2002; PEREIRA; SEIXAS;
AQUINO NETO, 2002 ; PEREIRA et al., 2015). Os gregos, entre os
quais Hipócrates, adotaram-na como cicatrizante interno e externo.
Plínio, historiador romano, refere-se à própolis como medicamento
capaz de reduzir inchaços e aliviar dores. Na ex-união soviética,
durante a segunda Guerra mundial, uma pomada à base de própolis foi
experimentada em duas clínicas cirúrgicas no tratamento de feridas
(FUNARI,2005; IOIRICH, 1981).
Hoje
a própolis é utilizada como um remédio popular sendo encontrada na
forma de cápsulas, extrato (hidroalcoólico ou glicólico),
enxaguatório bucal, na forma de pó, entre outras (CASTALDO;
CAPASSO, 2002). Além disso, é empregada em cosméticos e na
indústria alimentícia na forma de alimentos funcionais (ALENCAR
et al., 2005; SFORCIN et al., 2000; LUSTOSA et al., 2008).
A
coloração da própolis depende de sua procedência, variando do
amarelo escuro ao marrom. Um tipo peculiar de própolis foi
denominada de própolis vermelha (MARCUCCI, 1996; MOURAO, 2013;
SILVA
et., 2007).
3.2
Própolis vermelha
3.2.1
Origem botânica
A
própolis vermelha é reportada como sendo típica de Cuba e da
Venezuela, onde as origens botânicas foram identificadas como Clusia
nemorosa (Clusiaceae)
e Clusia
scrobiculata,
respectivamente (TRUSHEVA et al., 2006). Entretanto, um estudo mais
recente sugeriu que a própolis vermelha cubana apresenta origem
botânica proveniente da Dalbergia
ecastophyllum (OLIVEIRA;
SILVA, 2015; PICCINELLI et al., 2011).
A
própolis brasileira pode ser classificada em 13 tipos e a variante
vermelha, pertencente ao 13° grupo de própolis, tem sido objeto de
estudos farmacológicos na última década. Esse tipo de própolis
pode ser encontrado no Nordeste do Brasil, nos Estados de Alagoas,
Paraíba, Pernambuco, Sergipe e Bahia (BATISTA
et
al.,
2012; SILVA et
al.,
2007; SIQUEIRA et
al.,
2008; LIO et
al.,
2010; PICCINELLI et
al.,
2011; FRANCHI et
al.,
2012; OLIVEIRA; SILVA, 2015).
Recentemente
foi constatado que as abelhas coletavam principalmente o exsudato
resinoso vermelho da Dalbergia
ecastophyllum (L) Taub para a
formação da própolis vermelha brasileira. Outro estudo avaliou
secreções de 20 espécies de plantas que poderiam ser a origem
botânica da própolis vermelha alagoana e foi concluído que a D.
ecastophyllum (L.) Taub é a
principal fonte desse produto natural, pois a resina da própolis e
da planta em questão apresentaram altas porcentagens das mesmas
isoflavonas (DAUGSCH
et al.,
2007; OLIVEIRA; SILVA, 2015; SILVA et
al., 2007).
O
melhor indicador de origem botânica da própolis é a análise de
sua composição química com a provável fonte vegetal. A
determinação da origem geográfica e principalmente, a origem
vegetal, faz-se necessária no controle de qualidade e até mesmo na
padronização das amostras de própolis para uma aplicação
terapêutica eficaz (PARK et al., 2002).
3.2.2
Atividade biológica e composição química
As
propriedades da própolis estão diretamente relacionadas à sua
composição química, que pode variar em função da vegetação da
região, além de fatores genéticos e sazonais (PEREIRA; SEIXAS; DE
AQUINO NETO, 2002; RAMOS, 1995). Sua composição química agrega,
basicamente resinas e bálsamos aromáticos (50%), ceras (25% a 35%),
óleos essenciais (10%), grãos de pólen (5%), além de compostos
fenólicos (flavonoides e ácidos fenólicos), minerais e vitaminas
(FERREIRA;
VALENTE; BARBOSA,
1996; SIMÕES; DE ARAÚJO; DE ARAÚJO, 2008).Sua vasta complexidade química a torna uma das misturas mais
heterogêneas encontradas em fontes naturais, e hoje mais de 300
constituintes já foram identificados e/ou caracterizados em
diferentes amostras de própolis (BURDOCK, 1998; MOURAO, 2013).
Estudos
direcionados à atividade biológica têm constatado que os
resultados obtidos pela utilização da própolis vermelha são
superiores aos encontrados para outras amostras. Por exemplo,
pesquisas mostraram que extratos da própolis vermelha apresentam
maior atividade antifúngica (SIQUEIRA et
al.,
2008), citotóxica (FRANCHI et
al.,
2012), antioxidante (CABRAL et
al.,
2009; FROZZA et
al.,
2013), anticancerígena (PINHEIRO et
al.,
2014), cicatrizante (ALMEIDA et
al.,
2013; SOUZA et
al.,
2013) e antimicrobiana (BISPO JUNIOR et
al.,
2012) quando comparados aos de outros tipos de própolis (SIQUEIRA et
al.,
2008; OLIVEIRA; SILVA, 2015). Estes efeitos são comumente
associados a grandes quantidades de flavonoides como a rutina,
liquiritigenina, daidzeína, quercetina, dalbergina, pinocembrina,
biochanina A, formononetina e isoliquiritigenina. Encontra- se ainda
em sua composição alguns ácidos fenólicos e seus ésteres,
aldeídos fenólicos, álcoois e acetonas bem como, elementos
inorgânicos, por exemplo, cobre, manganês, ferro, cálcio,
alumínio, vanádio e silício
(DAUGSCH et
al.,
2007; SILVA et
al.,
2007; AWALE et
al.,
2008; BANKOVA et
al,
1983; OLIVEIRA; SILVA, 2015).
Os
compostos neovestitol, vestitol e isoliquiritigenina estão presentes
em amostras de própolis vermelha alagoana. Entre estes, o vestitol
apresentou maior atividade antioxidante e a isoliquiritigenina foi a
mais ativa quanto à ação antimicrobiana (OLDONI
et al., 2011; OLIVEIRA;
SILVA, 2015).
As
proantocianidinas, ou taninos condensados, que não são
constituintes comuns em amostras de própolis, estão presentes em
altas quantidades na própolis vermelha e parecem ter um alto grau de
correlação com a concentração de fenóis (MAYWORM et
al.,
2014;
OLIVEIRA; SILVA, 2015). A figura
1 representa
algumas das principais substâncias identificadas nos mais recentes
trabalhos de caracterização desse novo tipo de própolis (LUSTOSA
et al., 2008).
Algumas
dessas moléculas apresentadas na Figura
1 são
encontradas apenas na própolis vermelha do nordeste do Brasil
discernindo-a dos outros tipos já largamente citadas na literatura
(LUSTOSA et al., 2008).
3.2.3.Atividade
antimicrobiana
A
atividade antibacteriana da própolis têm sido uma das propriedades
mais amplamente investigadas (LUSTOSA et al., 2008; KUJUMGIEV, et
al., 1999). Está relacionada principalmente com a flavonona
pinocembrina, o flavonol galangina e o éster feniletil do ácido
caféico, com uma
provável inibição da enzima RNA polimerase bacteriana
(UZEL, et al.,2005). Possui propriedade bacteriostática e
bactericida, pois o efeito antimicrobiano da própolis é diretamente
proporcional a sua concentração
(BANKOVA
et
al,
1983).
Ao
avaliar a atividade antibacteriana da própolis vermelha, percebe-se
que o extrato obtido das regiões brasileiras apresenta melhor ação
biológica comparando-se com extratos norte-americanos (BASTOS et
al., 2008; JUNIOR et al., 2012).
O
extrato etanólico da própolis vermelha, assim como suas frações
hexânicas, clorofórmicas e acetanólicas tem atividade
antimicrobiana comprovada frente a cepas gram-positivas,
gram-negativas e fúngicas. A fração acetanólica parece ser a mais
eficaz, devido a sua ação de 100% de atividade antimicrobiana em
cepas testadas (JUNIOR et al., 2012). Os isoflavonóides vestitol e
principalmente o neovestitol, substâncias isoladas da própolis
vermelha, também demostraram atividade antimicrobiana contra
Streptococcus
mutans, Streptococcus sobrinus, Staphylococcus aureus e Actinomyces
naeslundii. Por
outro lado, bactérias gram-negativas como Klebsiella
pneumoniae e
Escherichia
coli têm
demonstrado uma maior resistência a esse produto natural (JUNIOR
et al., 2012; BUENO-SILVA et
al.,
2013; OLIVEIRA; SILVA, 2015; RIGHI et
al.,
2011; MONZOTE et
al.,
2012).
A
própolis exerce maior atividade antibacteriana contra as bactérias
Gram positivas, devido aos flavonoides, ácidos e ésteres aromático
presentes na resina, os quais atuariam sobre a estrutura da parede
celular desses microrganismos por meio de um mecanismo de ação
ainda não elucidado. Até o momento, não
se sabe o porquê desta menor atividade dos extratos de própolis
contra bactérias Gram negativas. Estes
agentes possuem uma parede celular quimicamente mais complexa e um
teor lipídico maior, o que pode explicar essa maior resistência
(MARCUCCI et al., 2001; BANKOVA
et al. 1999;
VARGAS et al., 2004).
A
busca crescente de novas alternativas para o controle e tratamento de
novas infecções é justificada por uma série de problemas
relacionados à multirresistência (seleção de microrganismos
patogênicos mutantes resistentes aos antimicrobianos químicos
sintéticos) que resulta do uso indiscriminado e abusivo de
antimicrobianos. Neste sentido, o uso de antimicrobianos de origem
natural pode se constituir como uma alternativa eficaz e econômica
(CRISAN et al., 1995; SILVA et al., 2007; PEREIRA et al., 2015). A
multiresistência é um problema crescente e a perspectiva da
aplicação de drogas antimicrobianas no futuro é incerta. Assim, é
necessário continuar o estudo de desenvolvimento de novas drogas,
tanto sintéticas como naturais (NASCIMENTO et al., 2000;VARGAS et
al., 2004).
3.4.
Microencapsulação
3.4.1
Conceitos gerais
A
microencapsulação é uma técnica que surgiu há muitas décadas,
mas ainda vem sendo empregada em diversas áreas industriais,
sobretudo nos setores farmacêutico e alimentício. Esta tecnologia
possibilita o desenvolvimento de formulações, em que sua liberação
pode ser modificada a fim de atuar num determinado local, em
determinado período de tempo e a uma velocidade específica,
obtendo-se micropartículas com diâmetro que variam de 1 a 1000 μm
(BRASILEIRO, 2011; OBEIDAT, 2009; SUAVE,
2006).
É um processo em que partículas ou pequenas gotículas de material
líquido ou gasoso são revestidas por um filme polimérico (BANSODE,
2010). O material externo é chamado de agente encapsulante, enquanto
o ingrediente interno é o material ativo (AZEREDO, 2005).
Em
geral, a microencapsulação é aplicada para transformar um líquido
em sólido, separar materiais reativos, reduzir a toxicidade do
material ativo, controlar a liberação do material, diminuir a
volatilidade de líquidos, mascarar o gosto de componentes amargos,
aumentar o tempo de conservação (FÁVAROTRINDADE et al., 2008;
MIRZAEI et al., 2012; QUEIROZ et al., 2013).
A
principal vantagem dos métodos
de microencapsulação é
a formação de uma barreira entre o composto ativo e o ambiente
externo, o que permite proteger o composto ativo contra a luz, água
e calor (COSTA, 2013; FUCHS et al 2006). As
grandes limitações são o elevado custo e a escolha do método a
aplicar no encapsulamento das substâncias, devido à ausência de um
processo aplicável a todas as substâncias (BRASILEIRO, 2011;
VENKATESAN, 2009).
3.4.2
Agente encapsulante
A
composição dos materiais encapsulantes depende do tipo de aplicação
a que se destinam e pode ser de origem natural, semissintética ou
sintética (ANSON 2005; COSTA, 2013), incluindo materiais
poliméricos hidrófilos ou hidrófobos ou associação de ambos
(JAIN 2004). Na tabela 1 são apresentados alguns exemplos de agentes
encapsulantes classificados de acordo com a sua origem (BRASILEIRO,
2011).
Tabela
1-
Exemplos de agentes encapsulantes usados na microencapsulação de
acordo com sua origem (adaptado de Anson, 2005).
Tipos
de agentes
encapsulantes
|
Exemplos
|
Naturais
Semissintéticos
Sintéticos
|
Gelatina,
goma agar-agar, alginato de sódio, alginato de cálcio, dextrano,
quitosano, caseinato, sacarose e cera
Acetato
de celulose, nitrato de celulose, etilcelulose,
hidroxipropilcelulose, metilcelulose, carboximetilcelulose de
sódio, álcool miristílico, gliceril mono ou dipalmitato, mono,
di e triestearato de glicerol.
Polímeros
de ácido acrílico
|
3.4.3
Métodos gerais de microencapsulação
O
método ideal de microencapsulação deve ser simples, reprodutível,
rápido, fácil de se transpor à escala industrial e deve ser pouco
dependente das características de solubilidade do fármaco e
polímero (GIUNCHEDI,
CONTE,1995; SILVA et al., 2003).
Cada
processo de microencapsulação depende de vários aspectos,
entretanto, o princípio básico é comum a todos. De uma forma
geral, a deposição do agente encapsulante sobre o agente a
encapsular ocorre seguindo uma série de etapas. Primeiramente, o
agente encapsulante é dissolvido, e pode estar presente na forma
líquida. O agente a encapsular encontra-se na forma de partículas
pequenas (se for de natureza sólida), em gotas (se for de natureza
líquida), inclusive na forma de gás. O material a encapsular é
colocado num meio apropriado, em seguida sobre este deposita-se o
agente encapsulante. Finalmente, o agente encapsulante sofre
solidificação, formando-se assim as micropartículas (BRASILEIRO,
2011; VENKATESAN et al., 2009).
Muitas
técnicas podem ser utilizadas para microencapsulação, sendo que a
seleção do método depende da aplicação que será dada à
microcápsula, do tamanho desejado, do mecanismo de liberação e das
propriedades físico-químicas, tanto do material ativo, quanto do
agente encapsulante (FAVARO-TRINDADE; PINHO, 2008; JACKSON e LEE,
1991).
Os
métodos para obtenção das microcápsulas podem ser divididos em
três grupos básicos (TIWARE et al.; 2010), tal como apresentado na
Tabela 2.
Tabela
2 -
Métodos
utilizados na elaboração das microcápsulas (adaptado de Suave et
al., 2006)
Físico-químicos
| Químicos
| Físicos
|
Coacervação
simples ou complexa
Separação
de fases
Envolvimento
lipossómico
|
Polimerização
interfacial
-Inclusão
molecular
|
“Spray
drying”
“Spray
coating”
“Spray
chilling”
Leito
fluidizado
Extrusão
Liofilização
Centrifugação
Co-cristalização
|
3.4.4
Spray-drying
A
secagem por nebulização, mais conhecida por spray-drying
teve início na década de 30, para preparar os primeiros compostos
contendo sabores encapsulados usando como agente encapsulante a goma
acácia (BRASILEIRO,
2011; WILSON E SHAH, 2007).
Spray-drying
é
o processo de obtenção
de partículas secas a partir da atomização de soluções ou
suspensões em uma corrente de ar quente (OAKLEY,
1997). O equipamento é formado por um aquecedor ou fonte de ar
quente, uma câmara de mistura da névoa com o ar quente e pelos
ciclones (GUIMARÃES,
2010; ROSA, TSUKADA e FREITAS, 2003).
O
passo prévio da microencapsulação por spray-drying é a elaboração
da composição a ser atomizada, que consiste na preparação da
matriz, também chamada de solução do polímero de revestimento, na
qual o fármaco será encapsulado. O ativo é, então, adicionado,
sob agitação, à solução do polímero de revestimento.
A
solução ou suspensão é então bombeada até o atomizador e entra
em contato com gás pressurizado criando uma névoa (BRAGA, 2005;
FILKOVÁ, MUJUNDAR, 1995; RÉ,1998).
Um
ponto importante da formulação que interfere diretamente nas
micropartículas é a proporção polímero: fármaco. Quanto maior a
porcentagem de polímero na composição maior a porcentagem de
fármaco microencapsulado. Além disso, quanto maior a porcentagem de
polímero, menos o fármaco fica exposto à superfície da partícula,
gerando micropartículas com superfície lisa (RÉ,1998;
BRAGA, 2005).
Uma
vez atomizada, a solução ou suspensão é aspergida na forma de
névoas de gotículas (spray) até a câmara de secagem. Neste
compartimento, deverá ocorrer simultaneamente o transporte de calor
e massa e consequentemente a evaporação do solvente (secagem pelo
ar quente) onde as gotas líquidas passam a partículas sólidas
secas, que depois são recolhidas no ciclone ou em outro sistema de
coleta do pó. Os ciclones realizam a separação entre as partículas
secas e o ar de exaustão (BRAGA, 2005; FILKOVÁ, MUJUNDAR, 1995;
OAKLEY, 1997).
Um
dos pontos críticos na secagem por nebulização é a atomização,
visto que o tamanho da gota formada está associado diretamente ao
tamanho da partícula formada (OAKLEY, 1997). A atomização
consiste na formação de inúmeras gotículas de um líquido, a fim
de melhorar a transferência de calor e massa entre as partículas
e o ar aquecido
a partir do aumento da superfície de contato entre os dois
componentes (KLAYPRADIT E HUANG 2008; CARMO; FERNANDES; BORGES,
2015).
É o
método mais aplicado para obtenção de micropartículas,
representando as variáveis do processo: as temperaturas do ar de
entrada e de saída, o fluxo de ar ou do fluido de arraste, a
distribuição da temperatura e da umidade, e o tempo de permanência
e a geometria da câmara (KISSEL
et al., 2006; BRASILEIRO, 2011).
É
uma técnica simples, rápida, apresentando um baixo custo e fácil
separação do produto seco formado (AFTABROUCHAD,
DOELKER, 1992). A
técnica pode ser empregada para produtos termossensíveis, pois o
tempo de contato entre estes e a fonte de calor é muito pequeno, não
causando danos consideráveis ao produto (CARMO;
FERNANDES; BORGES, 2015;
OLIVEIRA E PETROVICK 2010).
Um
inconveniente encontrado no processo de secagem por spray-drying
é o grande consumo de energia. Entretanto, um artifício
interessante e simples para economizar energia durante o spray-drying
é aumentar a concentração de sólidos dispersos na solução ou
suspensão, desde que ela ainda possa ser bombeada (BRAGA,
2005;
FILKOVÁ,
MUJUNDAR, 1995).
Figura
1 Diagrama
esquemático de funcionamento de um secador de atomizador (ROSA,
TSUKADA e FREITAS, 2003).
3.4.5
LIOFILIZAÇÃO
A
liofilização é um processo de secagem em que o produto congelado é
submetido à desidratação por sublimação (RATTI,
2001). Várias vantagens podem ser apontadas, tais como:
substâncias com estrutura química inalterada, manutenção dos
compostos voláteis, alto rendimento, além de contribuir na
preservação de constituintes termossensíveis, como materiais
biológicos (fungos e enzimas), farmacêuticos (antibióticos e
vacinas), alimentos e produtos químicos (BRANDÃO
et al., 2015; MARQUES, 2008; RATTI, 2001).
O
primeiro produto liofilizado foi o vírus da raiva, em 1911 (TERRONI
et al., 2013). Também denominada como criodesidratação ou
criosecagem, a liofilização é uma técnica diferenciada de
desidratação de produtos, onde são estabelecidas condições
ideais de pressão e temperatura, permitindo que a água previamente
congelada (estado sólido) passe diretamente ao estado gasoso,
sem passar pelo estado líquido, mudança de estado físico conhecida
por sublimação (GARCIA, 2009; TERRONI et al., 2013).
O processo de secagem por liofilização é constituído de três
etapas: congelamento, secagem primária e secagem secundária
(MURGATROYD et.
al.,
1997;
TATTINI JR; PARRA; PITOMBO, 2006).
A
etapa inicial da liofilização é o processo de congelamento, com a
finalidade de transformar as soluções aquosas dos produtos em uma
mistura de duas fases sendo uma constituída por cristais de gelo e a
outra pela solução concentrada
dos solutos. O desempenho da liofilização depende
significativamente desta etapa. Em
consequência do congelamento, pode ocorrer a formação de misturas
eutéticas (temperatura de fusão dos componentes da mistura se
torna a mesma e não ocorre modificações na composição) ou
precipitados amorfos. A
formação de cristais de gelo grandes, resulta em uma boa estrutura
porosa, que facilitará o
fluxo de vapor para fora da matriz
durante a liofilização (BARUFFALDI;
OLIVEIRA, 1998;
TERRONI et al., 2013) .
Na
secagem primária ocorre a sublimação da água sob vácuo e com a
adição de calor.
O vácuo é iniciado e o gelo é sublimado por pressão reduzida. À
medida que o gelo sublima, a amostra fica porosa. O vapor originado
na interface atravessa o material seco na câmara de liofilização e
é condensado abaixo da câmara de secagem, no condensador
(ARAÚJO, 2009; ORDÓÑEZ, 2005; TERRONI et al., 2013).
A
secagem secundária ou dessorção, ocorre quando todo gelo já foi
eliminado do produto, mas o produto continua retendo água líquida
(água fortemente ligada) e para obter um produto estável, a umidade
deve ser reduzida a cerca de 2 a 8 %, pelo processo de evaporação
ou dessorção. Para tanto, o produto parcialmente seco, deve
permanecer no liofilizador por cerca de 2 a 6 horas e ser
aquecido sob temperatura 20 a 60 °C, submetido à vácuo. Ao final
da secagem é preciso introduzir um gás inerte (geralmente o
nitrogênio) dentro da câmara antes de retirar o produto. Tal
procedimento possibilita o rompimento do vácuo, evitando a entrada
de ar na câmara e consequentemente, que os produtos absorvam umidade
(ORDÓÑEZ, 2005; TERRONI et al., 2013).
Os
liofilizadores são constituídos basicamente pelos equipamentos:
câmara de vácuo, fonte de calor, condensador e bomba de vácuo. A
câmara de vácuo (onde é colocado o produto) tem por objetivo
diminuir a pressão, impedindo a fusão do gelo. A fonte de calor tem
a função de suprir calor latente de sublimação. O condensador é
formado por serpentinas de refrigeração que transformam os vapores
diretamente em gelo, realizando a chamada sublimação inversa.
Considerando que a maior parte do consumo de energia ocorre na
refrigeração dos condensadores, estes dispositivos
proporcionam economia na liofilização. A bomba de vácuo tem a
finalidade de remover os vapores não condensáveis
(GARCIA, 2009; TERRONI et al., 2013).
Apesar
das várias vantagens desta técnica é importante salientar algumas
limitações, como por exemplo, processo muito lento (até 48 horas),
equipamento muito caro e custo energético muito caro (TERRONI et
al., 2013).